Optimización de la congelación y vitrificación de esperma de asno
- DÍAZ JIMÉNEZ, MARÍA ÁNGELES
- Jesús Manuel Dorado Martín Director/a
- Manuel Hidalgo Prieto Director/a
- Alessandra Rota Codirector/a
Universidad de defensa: Universidad de Córdoba (ESP)
Fecha de defensa: 18 de diciembre de 2020
- Inmaculada Luque Moreno Presidente/a
- Francisco Crespo Castejón Secretario
- Manuel Álvarez Rodríguez Vocal
Tipo: Tesis
Resumen
1. introducción o motivación de la tesis La inseminación artificial (IA) y la crioconservación de esperma son algunas de las técnicas de reproducción asistida más eficaces para el mantenimiento de la diversidad genética, así como para la conservación de especies en peligro de extinción, incluyendo la mayoría de razas asnales en Europa. Sin embargo, las técnicas de congelación de esperma de asno que se emplean actualmente utilizan diluyentes con agentes crioprotectores penetrantes. Estos agentes son tóxicos para la célula espermática, y parecen además ser los causantes de la mayor endometritis que se provoca en asnas tras la inseminación artificial con esperma congelado de asno. El objetivo de la presente tesis fue desarrollar la congelación convencional y vitrificación de esperma de asno, como métodos de crioconservación alternativos, evitando el uso de agentes crioprotectores (CPA) permeables. 2. contenido de la investigación En el Capítulo 1 se estudió la congelación convencional empleando únicamente CPAs no permeables a distintas concentraciones. En el Capítulo 2, se llevó a cabo, por primera vez, la vitrificación de esperma de asno en esferas. Sacarosa y albúmina sérica bovina fueron añadidos al diluyente como agentes no permeables. El Capítulo 3 fue diseñado para desarrollar y mejorar la técnica de vitrificación de esperma en esta especie, empleando pajuelas. En el Capítulo 4 se estudió la vitrificación en volúmenes mayores, empleando pajuelas de 0,5 mL. En el Capítulo 5, la técnica optimizada para la vitrificación en pajuelas se comparó, en cuanto a calidad espermática y fertilidad, con la técnica convencional de congelación, empleando glicerol como CPA. La respuesta inflamatoria uterina tras la IA así como las tasas de gestación fueron comparadas empleando esperma congelado de forma convencional y vitrificado con el método desarrollado. 3.conclusión La adición de sacarosa a 0,25 M en combinación con albúmina sérica bovina al 1 %, al diluyente de congelación puede ser considerada una alternativa a los diluyentes comúnmente empleados en la congelación de esperma de asnos fértiles. Sin embargo no es una opción para la congelación de esperma de asnos subfértiles. La vitrificación del esperma de asno en esferas puede realizarse empleando diluyentes con sacarosa a 0,1 M y albúmina sérica bovina al 5%, resultando en parámetros espermáticos superiores a los obtenidos empleando glicerol. La vitrificación de esperma de asno en pajuelas ha sido desarrollada y optimizada. Ésta puede realizarse empleando un diluyente que contenga yema de huevo y sacarosa a 0,1 M; a 300 millones de espermatozoides/mL en pajuelas cubiertas de 0,25 mL. La vitrificación de esperma en pajuelas proporciona mejores resultados de movimiento tras la descongelación que la vitrificación en esferas. Altas velocidades de calentamiento parecen ser más adecuadas para la vitrificación de esperma en grandes volúmenes, pero la vitrificación de esperma en pajuelas de 0,5 mL resultaron en parámetros espermáticos más bajos en comparación con la congelación convencional. El esperma vitrificado en pajuelas de 0,25 mL puede ser directamente descongelado en baño de agua a 43ºC durante 10 segundos, obteniéndose una calidad espermática similar a la obtenida tras la congelación convencional. El uso de esperma vitrificado en IA de asnas provoca una endometritis que se resuelve de forma más rápida que empleando esperma congelado de forma convencional. Las tasas de gestación fueron mayores empleando esperma vitrificado (22 %) que congelado (10 %), pero las diferencias no fueron significativas. 4. bibliografía Diaz-Jimenez M.; Dorado J.; Consuegra C.; Ortiz I.; Pereira B.; Carrasco J. J.; Gomez-Arrones V.; Domingo A.; Hidalgo M., 2019a: Optimization of donkey sperm vitrification: Effect of sucrose, sperm concentration, volume and package (0.25 and 0.5 mL straws). Anim Reprod Sci, 204 31-38. Diaz-Jimenez M.; Dorado J.; Consuegra C.; Pereira B.; Ortiz I.; Vazquez C.; Isachenko E.; Isachenko V.; Hidalgo M., 2019b: Effect of warming temperatures on donkey sperm vitrification in 0.5 mL straws in comparison to conventional freezing. 17. Diaz-Jimenez M.; Dorado J.; Ortiz I.; Consuegra C.; Pereira B.; Gonzalez-De Cara C. A.; Aguilera R.; Mari G.; Mislei B.; Love C. C.; Hidalgo M., 2018a: Cryopreservation of donkey sperm using non-permeable cryoprotectants. Anim Reprod Sci, 189 103-109. Diaz-Jimenez M.; Dorado J.; Pereira B.; Consuegra C.; Hidalgo M., 2020: Vitrification of donkey sperm using straws as an alternative to conventional slow freezing. Reprod Domest Anim, n/a. Diaz-Jimenez M.; Dorado J.; Pereira B.; Consuegra C.; Ortiz I.; Hidalgo M., 2019c: Is sperm cryopreservation in absence of permeable cryoprotectants suitable for subfertile donkeys? Reprod Domest Anim, 54 102-105. Diaz-Jimenez M.; Dorado J.; Pereira B.; Ortiz I.; Consuegra C.; Bottrel M.; Ortiz I.; Hidalgo M., 2018b: Vitrification in straws conserves motility features better than spheres in donkey sperm. Reprod Domest Anim, 53 1-3. Diaz-Jimenez M.; Pereira B.; Ortiz I.; Consuegra C.; Partyka A.; Dorado J.; Hidalgo M., 2017: Effect of different extenders for donkey sperm vitrification in straws. Reprod Domest Anim, 4 55-57. Hidalgo M.; Diaz-Jimenez M.; Consuegra C.; Pereira B.; Dorado J. 2020. Vitrification of Donkey Sperm: Is It Better Using Permeable Cryoprotectants? Animals, 10, 1462.